Artículo Congreso / Congress Paper
Recibido: 10-12-2019, Aprobado tras revisión: 20-01-2020
Forma sugerida de citación: Solis, T.; Calderón, C.; Liu, Y. (2020). “Optimización de la producción de xilanasa bacteriana a partir
de Bacillus sp. K1 con el uso de residuos lignocelulósicos”. Revista Técnica “energía”. No. 16, Issue II, Pp. 126-134
ISSN On-line: 2602-8492 - ISSN Impreso: 1390-5074
© 2020 Operador Nacional de Electricidad, CENACE
Optimization of Xylanase Production by Bacillus sp. K1 Using Lignocellulosic
Residues
Optimización de la Producción de Xilanasa Bacteriana a Partir de Bacillus sp.
K1 con el Uso de Residuos Lignocelulósicos
T. M. Solis
1
C. G. Calderón
1
Y. Liu
2
1
Escuela Superior Politécnica de Chimborazo, Riobamba, Ecuador
E-mail: terry.solis@espoch.edu.ec; cristinacalderont@espoch.edu.ec; liuyang@hutc.zj.cn
2
Escuela de Ciencias de la Vida, Huzhou University, Huzhou, China
E-mail: terry.solis@espoch.edu.ec; cristinacalderont@espoch.edu.ec; liuyang@hutc.zj.cn
Abstract
The xylanases are enzymes that hydrolyze xylan,
producing fermentable sugars such as xylose and
xylobiose. These enzymes have several industrial
applications, among which its use in biobleaching
and second-generation bioethanol stands out. The
main objective in the present study is the optimiza-
tion of the bacterial xylanase production by the
strain Bacillus sp. K1, which has been previously iso-
lated from rotting wood samples collected at Lake-
head University's premises for its Biology Depart-
ment. The variables investigated for optimization
were physical such as pH, temperature and inocu-
lum volume; and composition of the fermentation
medium such as carbon source, organic and inor-
ganic nitrogen source and percentage ratio between
these components. Additionally, the effect of metal
ions (sodium, potassium, magnesium, calcium, fer-
rous, nickelous, cupric, cobaltous and manganous)
and surfactants (Tween-20, dodecyl sodium sulfate
and Triton X-100) in the xylanase enzyme activity
was determined. The highest production of xylanase
was obtained after 36h fermentation and the opti-
mal physical conditions associated with the xylanase
production were pH 6, temperature 35 ºC and inoc-
ulum volume 1%. The optimum composition of the
fermentation medium consists of: wheat bran 4%,
glucose 0,5%, NH
4
NO
3
0,5%, K
2
HPO
4
0,1%, KCl
0,1%, MgSO
4
0,05%, peptone 0,5%, SDS 0,1%. The
enzyme activity generated is 264,96±7,89 IU/L, with
a 248,79% increase from the initial conditions. The
most important inhibitors were cupric and manga-
nous ions with 32,00% and 49,16% inhibition com-
pared to the control experiment.
Index terms

Submerged fermentation, Enzyme
production, Wheat bran, Second-generation bioeth-
anol.
Resumen
Las xilanasas son enzimas que hidrolizan el xilano,
produciendo azúcares fermentables tales como xi-
losa y xilobiosa con aplicaciones industriales muy
diversas entre las que destaca el biobleaching y la
producción de bioetanol de segunda generación. El
objetivo principal del presente estudio se enfoca en
la optimización de la producción de xilanasa bacte-
riana por parte de la bacteria Bacillus sp. K1. La
misma ha sido previamente aislada de muestras de
madera en putrefacción recolectadas en las premi-
sas de la Universidad de Lakehead para su Depar-
tamento de Biología. Las variables investigadas
para la optimización fueron físicas tales como pH,
temperatura y volumen de inóculo; y de composi-
ción del medio de fermentación tales como fuente de
carbono, fuente de nitrógeno orgánico e inorgánico
y relación porcentual entre dichos componentes.
Adicionalmente, se determinó el efecto de iones me-
tálicos (sodio, potasio, magnesio, calcio, ferroso, ni-
queloso, cúprico, cobaltoso y manganoso) y surfac-
tantes (Polisorbato-20, dodecil sulfato de sodio y
Triton X-100) en la actividad enzimática de la xila-
nasa producida. La mayor producción de xilanasa
fue tras 36h de fermentación y las condiciones físi-
cas óptimas asociadas a la producción de xilanasa
fueron pH 6, temperatura 35 ºC y volumen de
inóculo 1%. La composición óptima del medio de
fermentación determinada está constituida por:
Afrecho de trigo 4%, Glucosa 0,5%, NH
4
NO
3
0,5%,
K
2
HPO
4
0,1%, KCl 0,1%, MgSO
4
0,05%, peptona
0,5%, SDS 0,1%. La actividad enzimática generada
es de 264,96±7,89 IU/L, con un 248,79% de incre-
mento con respecto al inicial. Los inhibidores más
importantes fueron los iones cúprico y manganoso
con 32,00% y 49,16% de inhibición comparado con
el experimento de control.
Palabras claves

Fermentación sumergida, Pro-
ducción de enzimas, Afrecho de trigo, Bioetanol de
segunda generación.
126
Edición No. 16, Issue II, Enero 2020
1. INTRODUCCIÓN
La lignocelulosa es el principal y más abundante
componente de la biomasa renovable producida por la
fotosíntesis. Los tres principales componentes que la
constituyen son celulosa, hemicelulosa y lignina. Entre
ellas, las hemicelulosas están compuestas de complejas
mezclas de xilano, xiloglucano, glucomanano, arabino-
galactano y otros heteropolímeros [1], [2].
El xilano es el segundo polisacárido más abundante
en la naturaleza, representando aproximadamente un ter-
cio del carbono orgánico renovable de la Tierra. La hi-
drólisis de sus enlaces β-1,4, se lleva a cabo con la en-
zima xilanasa (endo-1,4- β -D-xilanohidrolasa; EC
3.2.1.8), conduciendo a productos tales como xilosa y
xilobiosa [3], [4].
En la actualidad el uso de las xilanasas a escala in-
dustrial tiene un campo muy amplio de aplicación. Entre
estos se encuentra el blanqueo de la pulpa en la industria
papelera, clarificación de jugos, bioconversión de resi-
duos lignocelulósicos y desechos agrícolas en productos
fermentables, mejoramiento de la consistencia de la cer-
veza y digestibilidad de alimentos balanceados [5].
Entre las aplicaciones citadas se destaca el uso de xi-
lanasas como sustituto de compuestos clorados para el
blanqueo de pulpa Kraft en la producción de papel, en
un proceso llamado biobleaching. El proceso tradicional
ha generado grandes cantidades de aguas residuales car-
gadas de compuestos organoclorados, de características
tóxicas, mutagénicas y resistentes a la biodegradación,
además de ser una de las mayores fuentes de contamina-
ción ambiental a nivel industrial [6].
Además, existen investigaciones enfocadas en la pro-
ducción de biocombustibles de segunda generación, los
cuales son los principales productos de la bioconversión
de materiales lignocelulósicos. Entre ellos “el etanol es
el combustible renovable más importante en términos de
volumen y valor de mercado” [7].
El uso de xilanasas en la producción de etanol de se-
gunda generación puede incrementar su efectividad, al
aprovechar la hemicelulosa, convirtiéndola en xilosa, la
cual es un azúcar fermentable. Además, la producción de
xilanasa con xilano purificado como sustrato no es via-
ble desde el punto de vista económico por su elevado
costo.
En este contexto el presente estudio se enfoca en la
optimización de la producción de xilanasa a partir de una
cepa bacteriana aislada por el personal del laboratorio
para enzimas, bioproductos y biorremediación de la uni-
versidad de Lakehead. Seguido de la evaluación de la
efectividad de diversos subproductos agroindustriales
lignocelulósicos de bajo costo ricos en hemicelulosa,
como sustratos para el cultivo de la cepa Bacillus sp. K1
y la consecuente producción de xilanasa bacteriana, ba-
sado en la tesis de grado [8].
2. METODOLOGIA
2.1. Cepa bacteriana y su activación
De acuerdo con Prasad & Qin [9] la bacteria Bacillus
sp. K1 fue aislada en las premisas de la Universidad de
Lakehead; a partir de una muestra de madera en estado
de putrefacción, se identificó como productora de celu-
lasa por Prasad & Qin y se preservó en refrigeración a -
83 °C. La cepa se encuentra registrada en el base de da-
tos del banco de genes NCBI (N° de acceso KP987117).
Una muestra de la cepa congelada fue cultivada en
una caja Petri con medio de cultivo Luria-Bertani y co-
locada en una incubadora a 37 ºC por 24 h. Para la acti-
vación de la bacteria a utilizarse en el estudio, se empleó
50 mL de medio de cultivo Luria-Bertani en un matraz,
para luego ser incubado por 15 h a 37 ºC y 200 rpm de
velocidad de agitación.
2.2. Cultivo de la cepa bacteriana
La bacteria activada se cultivó al 1% de inóculo en
20mL de medio MSM para verificar la producción de
xilanasa y crecimiento bacteriano en función del tiempo.
El medio utilizado consistió en: xilano purificado 1%,
nitrato de sodio 0,1 g, NaNO3 0,1%, K2HPO4 0,1%,
KCl 0,1%, MgSO4 0,05%, extracto de levadura 0,05%.
Las condiciones de fermentación fueron pH 7, 37 ºC y
200 rpm de agitación por 144 h. Las muestras fueron to-
madas cada 12 h y preservadas a -4°C.
2.3. Densidad óptica y medición de la actividad en-
zimática
2.3.1. Medición de la densidad óptica
El uso de la espectrofotometría para medir la densi-
dad óptica a 600 nm (OD600) de un cultivo bacteriano
con la finalidad monitorear el crecimiento ha sido una
técnica usual en microbiología [10]. Las muestras toma-
das cada 12 h se descongelaron lentamente en hielo y se
midió su densidad óptica en un espectrofotómetro La
densidad óptica de varias muestras se midió en un espec-
trofotómetro de microplacas Epoch™ fabricado por Bio-
Tek Instruments [11]. Con el uso del promedio de estas
mediciones se trazó la curva de crecimiento bacteriano.
2.3.2. Extracción de la enzima cruda
Las muestras se centrifugaron a 12000 rpm durante 3
min. El sobrenadante claro (extracto crudo) se utilizó
para el ensayo enzimático.
2.3.3. Ensayo de actividad enzimática para xilanasa
La producción de xilanasa se verificó con la medi-
ción de su actividad enzimática. Este método se funda-
menta en cuantificar la liberación de xilosa, con el uso
del reactivo, ácido 3,5-dinitrosalicílico (DNS) [12]. El
reactivo usado es de marca Sigma Aldrich N° producto
D0550).
127
Solis et al. / Optimización de la producción de xilanasa bacteriana con el uso de residuos lignocelulósicos
Este método requiere la construcción previa de una
curva de calibración con xilosa, reactivo de marca Sigma
Aldrich (N° producto X-0200000). La longitud de onda
utilizada fue de 540 nm. La curva de calibración se desa-
rrolló con diferentes soluciones de xilosa con una con-
centración en el rango de 0 a 800 μg/mL. Los experi-
mentos se realizaron por triplicado y la curva se cons-
truyó mediante la técnica de regresión lineal.
La mezcla de reacción contenía 20 μL de solución de
xilano purificado de espelta y avena, marca Sigma Al-
drich (N° producto X-0627) al 1% (preparada en tampón
citrato 0,05 M de pH 5,3) como sustrato, se incubaron 10
μL de extracto enzimático diluido y tampón citrato (0,05
M, pH 5,3) a 50 ºC durante 30 min y luego la reacción
se terminó mediante la adición de 60 μL de reactivo
DNS.
Se ejecutó un control simultáneo que contenía todos
los reactivos, y la reacción se terminó antes de la adición
del extracto de enzima. Las muestras se colocaron un
baño de agua hirviendo por 10 min, se enfriaron a tem-
peratura ambiente y se diluyeron a 300 μL con agua des-
tilada. La absorbancia de las muestras se determinó en
un espectrofotómetro a 540 nm [13].
La unidad de actividad de xilanasa se definió como
la cantidad de enzima que cataliza la liberación de 1
μmol de azúcar reductor equivalente a xilosa por litro
minuto en las condiciones de ensayo especificadas [12].
Los promedios de absorbancia obtenidos en cada en-
sayo fueron convertidos en concentración de xilosa
(µg/mL) con el uso de la curva de calibración previa-
mente realizada. La concentración de xilosa será trans-
formada en unidad de actividad enzimática mediante la
siguiente ecuación:





(1)
Donde
,
,

y M son constantes.
es el volu-
men total de reacción (0,03 mL),
es el volumen del
extracto enzimático (0,01 mL),

es el tiempo de incu-
bación (30 min) y es el peso molecular de xilosa (150
µg/ μmol). 
es la actividad de xilanasa (μmol xilosa/
Lmin) y es la Concentración de xilosa (µg/mL reac-
ción).
2.4. Optimización de las condiciones de fermenta-
ción
2.4.1. Optimización del pH
Se compararon diferentes pH en un rango de 3 a 9 en
las condiciones de cultivo en un matraz para verificar la
actividad enzimática óptima. Cada muestra se analizó a
las 36 h, cuando la actividad de xilanasa era más alta, en
base a los ensayos anteriores.
2.4.2. Optimización del volumen de inóculo
Se compararon diferentes volúmenes de inóculo de
0,5% a 10% en las condiciones de cultivo para verificar
la actividad óptima de la xilanasa. Cada muestra se ana-
lizó a las 36 h, cuando la actividad de xilanasa era más
alta, en base a los ensayos anteriores.
2.4.3. Optimización de la temperatura de fermenta-
ción
Se compararon diferentes temperaturas de 25 ºC a 45
ºC en las condiciones de cultivo para verificar la activi-
dad óptima de la xilanasa. Cada muestra se analizó a las
36 h, cuando la actividad de xilanasa era más alta, en
base a los ensayos anteriores.
2.5. Optimización del medio de fermentación
2.5.1. Optimización de la fuente de carbono
Se estudió el reemplazo del xilano purificado con di-
ferentes residuos: afrecho de trigo, paja de trigo, aserrín,
bagazo de maíz y hojas de olmo de roca (Ulmus thomasii
Sarg.) como fuente de carbono principal; y azúcares pu-
rificadas como: lactosa, sacarosa, D-sorbitol, D– Fruc-
tosa, D- Glucosa como fuente suplementaria, en una
concentración de 1%. Finalmente, se probó con diferen-
tes concentraciones del residuo lignocelulósico optimi-
zado en un rango de 0,5% a 5%., suplementando el me-
dio de cultivo con 0,5% del azúcar purificado que de-
mostró incrementar la actividad enzimática en mayor
proporción.
2.5.2. Optimización de la fuente de nitrógeno
Las fuentes orgánicas de nitrógeno comparadas fue-
ron: extracto de levadura, peptona, úrea, extracto de
malta y triptona. A su vez las fuentes inorgánicas fueron:
sulfato de amonio, nitrato de potasio, cloruro de amonio,
nitrato de sodio y nitrato de amonio. Este experimento
mantuvo las condiciones de cultivo previamente optimi-
zadas con 1% de fuente de nitrógeno. Finalmente, se
probó con diferentes concentraciones de la fuente inor-
gánica de nitrógeno optimizada en un rango de 0,5% a
4%.
2.5.3. Relación entre la concentración fuente de ni-
trógeno/ carbono.
Se utilizó la relación ya optimizada entre la fuente de
carbono y nitrógeno inorgánica para ensayar diferentes
relaciones de concentración con la fuente orgánica de ni-
trógeno (8:1:1, 8:1:2, 8:1:4, 8:1:5, 8:1:6 y 8:1:8) en la
preparación del medio de cultivo para optimizar la acti-
vidad enzimática.
2.6. Efecto de iones metálicos y surfactantes
Se ensayaron diferentes iones metálicos (sodio, po-
tasio, magnesio, calcio, ferroso y niqueloso) con una
128
Edición No. 16, Issue II, Enero 2020
concentración 1 mM y surfactantes (Polisorbato-20, do-
decil sulfato de sodio y Triton X-100) con concentración
0,1% en el medio de cultivo y se determinó su efecto en
la actividad de la enzima xilanasa se comparó mante-
niendo las condiciones previamente optimizadas.
2.7. Análisis estadístico
Todos los experimentos de absorbancia se realizaron
por triplicado. Los resultados finales se mostraron con
una estimación de error equivalente a ± Desviación es-
tándar con un nivel de confianza del 95% para una dis-
tribución triangular.
3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Los resultados (Fig.1) verifican la producción de xi-
lanasa bacteriana. Tras 36 h de fermentación se produjo
el pico más alto de densidad óptica y actividad enzimá-
tica equivalente a 106,05±8,05 μmol xilosa/ Lmin, es de-
cir que tanto el crecimiento bacteriano como la produc-
ción de enzimas, utilizando como sustrato xilano purifi-
cado, fueron optimizados.
Las condiciones físicas involucradas en la produc-
ción de xilanasa tales como pH de fermentación, volu-
men de inóculo y temperatura de optimización se opti-
mizaron con experimentos independientes. El pH idóneo
se determinó en el valor de 6 (Fig. 2).
El volumen de inóculo y temperatura se optimizaron
(Fig. 3 y 4) en 1% v/v y 35 ºC respectivamente; cabe
mencionar que dichos parámetros no fueron óptimos
para el crecimiento bacteriano. Sin embargo, se seleccio-
naron por el propósito de la investigación de maximizar
la producción de enzima. La temperatura coincide con la
especie Bacillus subtilis detallada en una investigación
[14].
El reemplazo del xilano puro con un residuo lignoce-
lulósico, disminuye la actividad enzimática producida
por fermentación sumergida (Tabla 1). La mayor activi-
dad se obtiene con afrecho de trigo. Los residuos restan-
tes demostraron inhibir en gran medida la producción de
la enzima. Por tal razón se decidió suplementar el uso de
afrecho de trigo con el azúcar purificado que demostró
incrementar en mayor medida la actividad enzimática, es
decir, glucosa (Tabla 1). El uso de afrecho se corroboró
con varias especies de hongos y bacterias en bibliografía
[15]; [16]; [17]; [18]; [19].
Figura 2: Optimización del pH de fermentación mediante la comparación de la actividad enzimática relativa y densidad
óptica.
-0,50
0,00
0,50
1,00
1,50
0,00
10,00
20,00
30,00
40,00
50,00
60,00
70,00
80,00
90,00
100,00
110,00
0 12 24 36 48 60 72 84 96 108 120 132 144 156
OD 600 nm
ACTIVIDAD ENZIMÁTICA
(IU/Lmin)
TIEMPO DE INCUBACIÓN(h)
Actividad enzimática OD 600 nm
Figura 1: Producción periódica de xilanasa y densidad óptica en función del tiempo de incubación cada 12 h por 6 días
(144h)
0,00
0,10
0,20
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
4 5 6 7 8 9
-20
30
80
130
180
OD 600 nm
pH
ACTIVIDAD
ENZIMÁTICA
RELATIVA (%)
Actividad enzimática relativa OD 600
129
Solis et al. / Optimización de la producción de xilanasa bacteriana con el uso de residuos lignocelulósicos
La concentración de afrecho de trigo a utilizarse para
la producción de xilanasa se ve limitada por la solubili-
dad de este en el medio de fermentación, razón por la
cual su efecto se determinó en un rango de concentración
de 0,5 a 5%.
La fuente de carbono se suplementó con glucosa al
0,5% debido a que las bacterias necesitan de un azúcar
purificado simple en las fases iniciales de su creci-
miento. Los resultados permitieron identificar la concen-
tración óptima de afrecho de trigo en 4% con glucosa al
0,5% (Fig. 5).
0,00
0,10
0,20
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0,80
0,90
1,00
1,10
1,20
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
25 30 35 40 45 50
OD 600 nm
ACTIVIDAD ENZIMÁTICA
RELATIVA(%)
TEMPERATURA (ºC)
Actividad enzimática relativa (%) OD 600 nm
Figura 4: Optimización de la temperatura de fermentación mediante la comparación de la actividad enzimática relativa
y densidad óptica.
0
20
40
60
80
100
120
0,5 1 2 3 4 5
ACTIVIDAD ENZIMÁTICA
RELATIVA(%)
AFRECHO DE TRIGO (%m/v)
Figura 3: Optimización del volumen de inóculo mediante la comparación de la actividad enzimática relativa y densidad
óptica.
Figura 5: Efecto de la concentración de afrecho de trigo suplementado con glucosa a 0.5%. mediante la comparación de su
actividad enzimática relativa
130
Edición No. 16, Issue II, Enero 2020
0
20
40
60
80
100
120
140
8:01:01 8:1.2 8:1.4 8:1.5 8:1.6 8:1.8
ACTIVIDAD ENZIMÁTICA
RELATIVA (%)
RELACION ENTRE LAS FUENTES DE CARBONO/NITRÓGENO
Figura 6: Efecto de la concentración de nitrato de amonio mediante la comparación de la actividad enzimática de diferentes
porcentajes m/v de la sustancia.
0
20
40
60
80
100
120
0,5 1 2 2,5 3 4
ACTIVIDAD ENZIMÁTICA
RELATIVA(%)
CONCENTRACIÓN DE NITRATO DE AMONIO (m/v%)
Figura 7: Efecto de la relación entre la concentración de las fuentes de nitrógeno y carbono mediante la comparación de
la actividad enzimática relativa.
Tabla 1: Efecto de diferentes fuentes carbono al 1% de concen-
tración en la actividad enzimática
Fuente de carbono
Actividad enzimática
(IU/L)
Xilano (Control)
105,17± 8,59
Bagazo de maíz
6,28 ± 0,58
Paja de trigo
0,00
Afrecho de trigo
85,86 ± 4,91
Hojas de olmo de roca
0,00
Aserrín
0,00
Sacarosa
73,64 ± 7,86
Sorbitol
20,95 ± 9,35
Fructosa
27,04 ± 6,97
Lactosa
23,50 ± 1,39
Glucosa
97,30 ± 7,51
131
Solis et al. / Optimización de la producción de xilanasa bacteriana con el uso de residuos lignocelulósicos
La fuente de nitrógeno inorgánico se determinó con la
adición de 5 sustancias en concentración 1% al medio
de fermentación. En la tabla 2 se puede observar que
las actividades enzimáticas relativas del sobrenadante
con nitrato de potasio, nitrato de sodio, sulfato de amo-
nio y nitrato de amonio tienen valores similares.
La elección del nitrato de amonio se debe a que: de-
mostró tener la mayor actividad enzimática y al realizar
la cotización con el proveedor Sigma Aldrich en inter-
net tuvo menor precio que las demás sustancias.
La concentración óptima de nitrato de amonio se
determinó en un rango de 0,5-5%. Siendo la dosis de
nitrato de amonio en 0,5% adecuada para maximizar la
producción de xilanasa bacteriana. Por lo tanto, la rela-
ción entre la concentración porcentual de afrecho de
trigo y nitrato de amonio es 8 a 1 (Fig. 6).
Tabla 2: Efecto de diferentes fuentes inorgánicas de nitrógeno al
1% de concentración en la actividad enzimática
Fuente inorgánica de ni-
trógeno (1%)
Actividad enzimática
(IU/L)
KNO
3
149,61 ± 11,83
NaNO
3
147,71 ± 6,34
NH
4
NO
3
159,61 ± 9,04
NH
4
Cl
120,31 ± 12,37
(NH
4
)
2
SO
4
146,90 ± 0,88
La fuente de nitrógeno orgánico fue determinada
con la adición de 5 sustancias en concentración 1% al
medio de fermentación. En la tabla 3 se puede observar
que las actividades enzimáticas relativas del sobrena-
dante con la aplicación de peptona, extracto de levadura
y extracto de malta tienen valores similares.
La peptona fue escogida debido a que demostró te-
ner la mayor actividad enzimática y al realizar la coti-
zación con el proveedor Sigma Aldrich en internet tuvo
menor precio que las demás sustancias.
Tabla 3: Efecto de diferentes fuentes orgánicas de nitrógeno al
1% de concentración en la actividad enzimática
Fuente orgánica de ni-
trógeno (1%)
Actividad enzimática
(IU/L
Peptona
162,94 ± 2,16
Extracto de malta
147,76± 11,41
Triptona
114,24 ± 8,82
Úrea
93,59 ± 13,25
Extracto de leva-
dura
155,10 ± 3,44
La relación entre la concentración porcentual de las
fuentes de carbono y nitrógeno se determinó con la fi-
nalidad de maximizar la actividad enzimática de xila-
nasa. La relación del porcentaje de afrecho de trigo y
nitrato de amonio se encontró en experimentos previos
de 8 a 1. El porcentaje de peptona se halló equivalente
a 8:1:1 (Fig. 7).
El efecto de la adición de diferentes aditivos, entre
ellos iones metálicos (Tabla 4) al medio de fermenta-
ción en concentración 1mM se realizó con experimen-
tos independientes y se determinó el efecto que ejerce
cada uno de ellos en la actividad enzimática comparado
con un experimento de control sin la incorporación de
aditivos.
En general, la adición de los iones metálicos inhibió
la actividad enzimática según la tabla 4. Sin embargo,
cabe recalcar que los iones cúprico y manganoso influ-
yeron en el decremento más significativo de la activi-
dad de xilanasa, lo cual se puede deber al bloqueo de la
secreción de proteína en el medio de fermentación, se-
gún [15].
El efecto de la adición de los surfactantes polisor-
bato-20 (Tween-20), dodecil sulfato de sodio y Triton
X-100 en concentración 0,1% se realizó con experi-
mentos independientes con la finalidad de comparar su
actividad enzimática con un experimento de control sin
la incorporación de aditivos.
Tabla 4: Efecto de diferentes aditivos en la actividad enzimá-
tica de la xilanasa obtenida
Aditivos añadidos
Actividad enzimática
(IU/L)
Control
171,69 ± 19,33
Na
+
114,19 ± 12,77
K
+
111,88 ± 7,89
Mg
++
142,02 ± 6,99
Ca
++
138,50 ± 6,54
Fe
++
152,34 ± 8,67
Ni
++
121,83 ±3,92
Cu
++
54,94 ±4,07
Co
++
133,13 ± 14,50
Mn
++
84,40 ± 15,21
TWEEN-20
140,10± 26,52
SDS
264,96 ± 2,27
TRITON X-100
152,25 ± 12,19
La incorporación de Polisorbato-20 y Tritón X-100
mostró un decremento de la actividad enzimática rela-
tiva al experimento de control. Sin embargo, la adición
de dodecil sulfato de sodio incrementó significativa-
mente dicho parámetro. Este comportamiento puede ser
explicado porque la adición de surfactantes al medio de
cultivo ejerce diferentes efectos en la secreción de en-
zimas, dependiendo del grado en el que afecta la per-
meabilidad de las membranas celulares según [2].
132
Edición No. 16, Issue II, Enero 2020
La comparación de las actividades enzimáticas pro-
ducidas con las variables previas y posteriores asocia-
das a la fermentación en la tabla 4 permitió determinar
un valor final de 264,96±7,89 μmol xilosa/ Lmin, el
cual se calculó que es 248,79% mayor a la actividad
enzimática encontrada al inicio de la presente investi-
gación.
4. CONCLUSIÓN
La bacteria Bacillus sp. K1, previamente aislada y
determinada como productora de celulasa, demostró ser
productora de xilanasa bacteriana con un tiempo de fer-
mentación óptimo de 36h. Las condiciones físicas ópti-
mas asociadas a la producción de xilanasa bacteriana
fueron pH de 6, temperatura de 35ºC y volumen de
inóculo 1%. La adición del surfactante SDS en 1% fue
el parámetro que indujo de una manera significativa la
actividad de la enzima.
Las condiciones físicas de fermentación y la pro-
ducción verificada tanto de celulasa como de xilanasa
por parte de la bacteria Bacillus sp. K1 favorecen su
aplicación futura en la industria del bioetanol de se-
gunda generación.
AGRADECIMIENTO
El agradecimiento va dirigido a la Escuela Superior Po-
litécnica de Chimborazo por su papel fundamental en
la coordinación del proceso de selección para la beca
Emerging Leaders in the Americas Program (ELAP)
ofertada por el gobierno canadiense. Esta oportunidad
permitió el desarrollo del presente trabajo en el Depar-
tamento de Biología de la Universidad de Lakehead.
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Terry Solis Carranza. - Nacido
en Chone, Ecuador en el año 1995.
En el 2017 se hizo acreedor a la
beca Emerging Leaders in the
Americas Program ofertada por el
gobierno canadiense. A través de
la beca realiza la investigación de
su tesis de pregrado en la Universidad de Lakehead. En
el año 2018 se gradúa como Ingeniero Químico en la
Escuela Superior Politécnica de Chimborazo. Además
tiene un Posgrado de Proyectos Internacionales de Bio-
masa por la Universidad Rey Juan Carlos de España.
Durante el primer semestre del 2019 se ha venido
desempeñando como profesor de la Unidad de Nivela-
ción de la Universidad de Bolívar. Sus campos de inte-
rés son biocombustibles, eficiencia energética y optimi-
zación de procesos.
Cristina Calderón Tapia. - Na-
cida en Riobamba el 18 de febrero
de 1990, Ingeniera en
Biotecnología graduada en la Uni-
versidad de las Fuerzas Armadas-
ESPE, Máster en Genética Mole-
cular y Biotecnología graduada en
la Universidad de Sevilla, con ex-
periencia laboral desde Septiembre del 2010 en el labo-
ratorio Ambiental UMWELT-Quito, laboratorio de
ciencias biológicas de la ESPOCH, laboratorio de mi-
croscopía de la ESPE, y en el departamento de Biotec-
nología del INIAP, y como técnica de Biotecnología en
el ICITS-UNACH. Desde el 2015 inicia su experiencia
de docente en la Facultad de Salud en la UNACH, y
desde octubre del 2016 trabaja como Docente- investi-
gadora ocasional en la ESPOCH, siendo miembro del
grupo de investigación GIDAC en la línea de bioelec-
tricidad a partir de microorganismos.
Yang Liu . - Obtuvo su maestría
en la Universidad Xinan en China
en 2004, con especialización en
Biología Molecular y Bioquímica
y obtuvo su doctorado en la Uni-
versidad de Jiangnan en China,
especialización en Ingeniería de
Fermentación en 2009. Desde
abril de 2017 hasta marzo de 2018, fue visitante acadé-
mico en la Universidad de Lakehead en Thurday Bay,
Canadá. Desde el 2009 se ha desempeñado como Pro-
fesor asociado y supervisor de maestría en Ciencias de
la Pesca en la Facultad de Ciencias de la Vida de la Uni-
versidad de Huzhou. Sus principales campos de interés
son: purificación de aguas residuales por microorganis-
mos, producción de aditivos para organismos acuáticos,
enzimas microbianas y biotransformación.
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